Handleiding voor de practica en workshops celbiologie



Dovnload 424.92 Kb.
Pagina1/5
Datum16.08.2016
Grootte424.92 Kb.
  1   2   3   4   5







GENEESKUNDE


2013-2014
Blok 1.1: Fundamenten van de geneeskunde





HANDLEIDING

voor de

PRACTICA EN WORKSHOPS CELBIOLOGIE




Auteurs:

Dr N.A. Bos en Dr D. Opstelten

Disciplinegroep Celbiologie

Faculteit der Medische Wetenschappen

Rijksuniversiteit Groningen

Inhoudsopgave





Activiteit

Onderwerp

pagina


Practicum


Microscopie van bloedcellen

3

Workshop


Nanotomie & diabetes

17










Workshop


Eiwitsynthese

32

Workshop


Energiemetabolisme

45

Workshop


Pathologie

53

Workshop


Celdeling en DNA analyse

57



Naast deze practicumhandleiding zijn ook de volgende informatiebronnen belangrijk tijdens de workshops:


Digitaal: Celweb

http://www.rug.nl/umcg/onderwijs/nestor/celweb

of:

via Nestor, Blok 1.1,

Fundamenten van de geneeskunde/Workshops
Via de digitale versie zijn alle opdrachten ook te volgen en kun je ook kleurenafbeeldingen vinden van de figuren uit je handleiding. Ook zijn op Celweb de antwoorden op de vragen in de handleiding na afloop van een workshop beschikbaar.
Schriftelijk:

Je eigen kopie van Essential Cell Biology, Alberts et al., Functional Histology, Kerr en Medical Genetics, Jorde et al. Zorg er daarom voor dat je deze boeken telkens meeneemt naar de workshops.

Practicum Cellen : Bloedcellen

behorende bij Blok 1.1, Fundamenten van de geneeskunde

Woord vooraf

Tijdens de practica en workshops Celbiologie en Histologie werk je actief met de leerstof. Je leert door middel van microscoop nauwkeurig te observeren en interpreteren, en je leert problemen op te lossen. Bij elk practicum en workshop staat vermeld wat het doel is. Om de leerdoelen te bereiken, is het essentieel dat je de practica voorbereidt. Tijdens het practicum staan microscopiseren en discussie met medestudenten en begeleiders centraal. Vanwege de noodzakelijke vaardigheid van microscopiseren is het eerste practicum verplicht. De overige workshops zijn niet verplicht. De praktische opdrachten die je oefent in de workshops zullen worden getoetst via de Practicumtoets Cellen. Voor het slagen voor het blok moet je deze Practicumtoets voldoende hebben gemaakt. Als je moeite hebt met het werktempo dat tijdens een practicum van je wordt verlangd: een deel van de opdrachten kan na afloop van het practicum afgemaakt worden omdat microscopiseren daarvoor niet vereist is. Antwoorden op vragen en uitleg over problemen zullen na afloop van elk practicum/workshops via Nestor beschikbaar gesteld worden. We wensen je veel plezier met de activiteiten.


Naast deze handleiding heb je meer bronnen ter beschikking tijdens je practica:
Digitaal: http://www.rug.nl/med/onderwijs/nestor/index:
Ga direct naar: Celweb, practica Geneeskunde studenten

http://www.rug.nl/umcg/onderwijs/nestor/celweb/index
Schriftelijk:

Je eigen kopie van Essential Cell Biology, Alberts et al. en Functional histology, Kerr. Zorg er daarom voor dat je deze boeken meeneemt naar het practicum.


Leerdoelen practicum cellen :

De student(e) kan:



  1. de lichtmicroscoop adequaat gebruiken voor observatie bij vergrotingen tot 1000x,

  2. typen bloedcellen herkennen in een bloeduitstrijkje m.b.v. de lichtmicroscoop,

  3. een systematische aanpak ontwerpen om de frequentie van een bepaald celtype in een preparaat te bepalen,

  4. het begrip ‘normaalwaarde’ op een juiste manier hanteren in de diagnostiek,

  5. relatie leggen tussen morfologische karakteristieken en functie van de verschillende typen bloedcellen,

  6. de principes van weefselpreparatie voor lichtmicroscopie uitleggen,

  7. in een weefselcoupe of afbeeldingen daarvan, informatie over (sub)-cellulaire elementen ontlenen aan kleur en patroon (beelden ‘interpreteren’),

  8. een wetenschappelijke tekening maken.

Toetsing:

1, 3, 7 en 8: Tijdens het practicum via observatie door aanwezige docent of assistent

5: Door zelftoetsing via Nestor

2,4, 6: Via kennis vragen o.a. aan de hand van afbeeldingen in de schriftelijke toets

 


Opdracht

Pagina

Inhoud

1

4

Lees de informatie over de werking van de lichtmicroscoop

2

6

Stel de microscoop in

3

8

Herken de verschillende typen witte bloedcellen

4

8

Maak een differentiële telling van witte bloedcellen

5

9

Beantwoord de vragen over de uitslag en vul de quiz in

6

10

Lees de informatie over kleuringen door en bestudeer de bijbehorende tabellen

7

13

Observeer en teken basofiele en eosinofiele granulocyten gekleurd met May-Grunwald Giemsa en beantwoord de vragen

Opdracht 6 en eventueel een deel van opdracht 1* moet voorbereid worden. Opdracht 5 kan eventueel naderhand worden afgemaakt.

Voor een goed gebruik van de microscoop is elementaire kennis van de betekenis en werking van zijn onderdelen noodzakelijk.


*De docent gaat er vanuit dat je nog niet weet hoe de microscoop werkt. Als je al goed met de microscoop om weet te gaan, volg dan je eigen (vlottere) tempo met opdracht 1.


  • Opdracht 1: Lees de hierna volgende achtergrondinformatie over de werking van de lichtmicroscoop aandachtig, met een microscoop bij de hand. Zie de tekening microscoop voor de locatie van de verschillende onderdelen.


Verlichting

De practicummicroscopen zijn voorzien van een in de voet ingebouwde lichtbron, waardoor lichtstralen van onder naar boven door het preparaat gaan.


Condensor

De condensor verandert de evenwijdige invallende lichtstralen van de op "oneindige" afstand staande lichtbron in een kegelvormige lichtbundel. Het preparaat moet zich ongeveer in het bovenste brandpunt van de condensor bevinden. De condensor is op zijn hoogste punt vastgezet.


Objectieven en numerieke apertuur

De condensor belicht een klein vlakje van het preparaat met zijn lichtkegel. Deze lichtkegel treedt boven het preparaat omgekeerd weer uit en wordt door het objectief opgevangen. De grootste lichtkegel, die een objectief kan opnemen, staat op het objectief aangegeven als numerieke apertuur (sin ½ tophoek). De numerieke apertuur is de belangrijkste grootheid van een objectief: hoe groter de apertuur, hoe groter het oplossend vermogen, d.w.z. het gescheiden afbeelden van twee punten.


Oculair

De grens van de toelaatbare eindvergroting (objectief x oculair) wordt bepaald door de numerieke apertuur van het objectief. Gewoonlijk rekent men hiervoor 1000x de numerieke apertuur. Dus voor een objectief met vergroting 40x en numerieke apertuur = 0.65 is de maximale toelaatbare eindvergroting 650x, d.w.z. het oculair mag ongeveer 16x zijn. Komt men daarboven dan wordt onscherpte merkbaar. Een oculair 10x voldoet eigenlijk voor alle doeleinden het best.


Diafragma

De beste verlichting van een normaal gekleurd preparaat wordt verkregen als de belichtingskegel bijna even groot is als de lichtkegel, die het objectief kan opnemen. Dit is het geval als 80-90% van de numerieke apertuur van het objectief wordt benut. Opent men het diafragma verder dan wordt de belichtingskegel te groot en komt gereflecteerd licht in het objectief met als gevolg een wat wazig beeld. Sluit men het diafragma te ver dan lijken er in het preparaat weliswaar meer details zichtbaar te worden, maar dit is beeldvertekening als gevolg van buigingsverschijnselen van het licht.

Er zijn twee manieren om de juiste diafragma-opening in te stellen:


  1. Neem het oculair uit de tubus. Diep in de tubus is het openen en sluiten van het diafragma te zien met de daar binnenkomende hoeveelheid licht. Sluit eerst het diafragma totaal en daarna het daarna zover open, dat de ontstane opening bijna zo groot is als de objectiefopening.

  2. Stel de microscoop scherp op een preparaat. Sluit het diafragma zover, dat het beeld duidelijk "beroerd" wordt en open vervolgens het diafragma zodanig, dat de vertekening is verdwenen. Hiermee bereikt men een compromis tussen scherptediepte, contrast en beeldvorming


Olieimmersie

In een lenzensysteem met grensvlakken lucht-glas kan de apertuur van de belichtingskegel en van het objectief nooit stijgen boven de waarde 1 door de grenshoek van totale reflectie bij de overgang van glas naar lucht. Door immersieolie te gebruiken (de brekingsindices van glas en olie zijn gelijk) tussen preparaat en (frontlens van het) objectief kan men de apertuur van een objectief opvoeren tot ongeveer 1,3 (LET OP: objectieven voor gebruik met immersieolie zijn speciale objectieven). Bij het werken met het olieimmersie objectief moet het diafragma geheel geopend zijn.


Algemene aanwijzingen

  1. Leg een preparaat alleen onder de microscoop (en neem het ook alleen weg) als het kleinste objectief (4x) staat ingesteld. De grotere objectieven (10x, 40x en 100x) hebben een zeer geringe werkafstand, waardoor hun frontlenzen gemakkelijk beschadigd en/of verontreinigd worden. Stel het preparaat scherp bij het objectief 4x alvorens over te gaan op sterkere vergrotingen.

  2. Vermijd iedere aanraking van de frontlenzen. Eventueel reinigen met een zacht katoenen doekje (schone zakdoek) of zgn. lenspapier met zonodig wat verdunde synthetische zeepoplossing.

  3. Blijf voortdurend de micrometerinstelling bewegen om de hele dikte van het preparaat te doorzien.

  4. Ontspan je ogen, d.w.z. accommodeer niet (denk je in dat je in het oneindige kijkt). Verschuif de oculairen van de binoculaire microscoop zodanig, dat met beide ogen kijkend een beeld wordt waargenomen. (Zie ook opdracht 2.)


  • Opdracht 2: Stel de microscoop in.

I. Optimale afstand tussen de twee oculairen



  1. Controleer of de "kop" van het microscoop vastzit. Draai zonodig de schroef aan.

  1. Zet de verlichting maximaal aan.

  2. Draai met het hendeltje onder de kruistafel het diafragma geheel open: de condensor is nu hel verlicht.

  3. Draai de schaalverdeling op het linker oculair op nul.

  4. Schuif de twee oculairen zó ver in of uit elkaar dat met beide ogen kijkend één wijds egaal verlicht vlak te zien is.

NOTEER DE INGESTELDE AFSTAND TUSSEN DE TWEE OCULAIREN.

OCULAIRAFSTAND = …………

 

II. Bekijken van preparaten:



  1. Draai het kleinste objectief (4x) voor

  2. Leg een glaasje met een weefselpreparaat op de kruistafel en breng het in de lichtstralen met de bedieningsknoppen van de kruistafel.

  3. Zoek het preparaat op met behulp van de grofinstelling en stel scherp met de fijnregelaar (=micrometer)

  4. Draai objectief 10x voor en stel scherp. Dit objectief wordt gebruikt om het preparaat te doorzoeken. Van belang zijnde plaatsen worden bekeken met het objectief 40x. Dan wordt weer verder gegaan met objectief 10x. Tijdens het kijken wordt de micrometer continu gebruikt om de verschillende diepteniveaus van het preparaat scherp in beeld te krijgen. Een preparaat wordt pas verwijderd nadat het objectief 4x is voorgedraaid.

  5. Het is mogelijk, dat je met twee ogen kijkend geen scherp beeld kunt krijgen. Misschien zijn je ogen niet van dezelfde sterkte. Stel dan scherp op het rechteroog onder dicht knijpen van het linkeroog. Knijp vervolgens het rechteroog dicht en stel scherp op het linkeroog via verdraaiing van het linkeroculair.

DE STAND VAN HET LINKER OCULAIR= ……


N.B. Accommodeer niet; probeer met beide ogen ontspannen te kijken. Scherpstellen doet u met de micrometer, niet met de ogen.


  1. Voor goede verlichting van het preparaat is een juiste instelling van het diafragma belangrijk (zie hierboven onder “Diafragma”).

  2. Voor gebruik van het objectief 100x is immersieolie noodzakelijk (zie hierboven onder “Immersieolie” en hierna bij opdracht 7).



Voor de volgende opdrachten zijn preparaten beschikbaar:


Preparaatnummer/code

Type Cellen

Toegepaste kleuring

99

Volledig bloed

May-Grunwald Giemsa

100

Gefractioneerd bloed

May-Grunwald Giemsa

Patiënt A

Volledig bloed

May-Grunwald Giemsa

Patiënt B

Volledig bloed

May-Grunwald Giemsa

Patiënt C

Volledig bloed

May-Grunwald Giemsa

Patiënt D

Volledig bloed

May-Grunwald Giemsa













  • Opdracht 3: Herken de verschillende typen witte bloedcellen.

Met een simpele centrifugatiestap is er een ruwe scheiding van rode en witte bloedcellen gemaakt. De fractie die verrijkt is aan witte bloedcellen is uitgestreken op het glaasje gemerkt met het nummer 100.

Probeer van alle typen witte bloedcellen: lymfocyten, monocyten, en granulocyten (neutrofiele, eosinofiele en basofiele) tenminste 1 voorbeeld te vinden in preparaat 100. Gebruik als hulp de voorbeelden toegankelijk via internet (Celweb) of Nestor, of in je boek


  • Opdracht 4: Maak een differentiële telling van witte bloedcellen.

Preparaat 99, A, B. C en D zijn bloeduitstrijkjes direct gemaakt van onstolbaar gemaakt bloed. Hierbij is de verhouding van witte versus rode bloedcellen dusdanig dat je echt op zoek moet naar witte bloedcellen tussen de overmaat van rode bloedcellen in.


Bekijk preparaat 99 en patiënten A, B, C en D op systematische wijze:

  1. Zoek met lage vergroting een gebied van goede kwaliteit. Dit is een gebied waarbij alle cellen los liggen.

  2. Bepaal in welke richting je het preparaat verder wilt gaan doorkijken.

  3. Draai het objectief 40x voor.

  4. Tel* (turf) de in het beeldveld zichtbare kernhoudende cellen van de verschillende categorieën in onderstaande tabel.

  5. Vervang het beeld na telling door het ernaast liggende beeld op de door jou uitgestippelde richting (zie 2.) en tel* de daar aanwezige kernhoudende cellen.

*Telling: Bepaal van de eerste 100 kernhoudende cellen die je tegenkomt in welke categorie ze horen. Noteer de score in de tabel op de volgende pagina:





Categorie:

Prep 99

Pat A

Pat B

Pat C

Pat D

Neutrofiele granulocyten















Eosinofiele

granulocyten


















Basofiele

granulocyten


















Lymfocyten
















Monocyten















Totaal:

N=100

N=100

N=100

N=100

N=100




  • Opdracht 5:




  1. Wat zijn de normaalwaarden voor de verschillende typen bloedcellen?



  1. Welke van de door jou getelde preparaten 99 en Pat A, B, C en D is volgens jou normaal en welke afwijkend?


  1. Voor het preparaat/de preparaten met afwijkend bloedbeeld: voor welke diagnose(s) heb je aanwijzingen?


  1. Vergelijk de door jou gevonden waarden en conclusies omtrent de bloedbeelden door de quiz “Test bloeduitstrijkje” in te vullen onder “Opdrachten” in het Nestor programma. Iedereen dient deze quiz zelfstandig in te vullen omdat hiermee tevens de aanwezigheid op dit practicum wordt geregistreerd. Log daarvoor na elkaar apart in op de computer, zodat de resultaten voor de juiste persoon worden ingevoerd.




  • Opdracht 6: Bestudeer de onderstaande principes van weefselpreparatie voor lichtmicroscopie.

Voor zichtbaarmaking in de lichtmicroscoop moet biologisch materiaal, veelal weefselstukjes, bewerkt worden in 3 hoofdstappen:

A.Fixatie

B.Inbedden en snijden

C.Kleuringen

Van de hierna volgende informatie is het schuingedrukte, plus de principes van de twee tabellen, verplichte leerstof.


A. Fixatie
Het doel hiervan is om structuren zo vast te leggen, dat in het lichtmicroscopische beeld een zo minimaal mogelijke verandering ten opzichte van de werkelijkheid optreedt. Autolyse moet voorkomen worden en dynamische processen gestopt. In essentie komt dat met chemische fixatieven meestal neer op het onoplosbaar maken van structurele componenten, zoals eiwitten, nucleinezuur-eiwitcomplexen en lipide-eiwitcomplexen. Dit kan met alcoholen (ethanol, methanol), aceton, aldehyden (formaldehyde en glutaaraldehyde), zuren (azijnzuur, trichloorazijnzuur en picrinezuur = 2,4,6-trinitrofenol) en metaalverbindingen (kwik(II)chloride = sublimaat, chroom(VI)oxide, dichromaationen en osmiumtetroxide).

Elk van deze verbindingen heeft als fixatief voor- en nadelen. Zo slaan alcoholen en aceton eiwitten goed neer door dehydratie en denaturatie, maar nucleïnezuren blijven na behandeling in water oplosbaar, lipiden worden zelfs opgelost en het weefsel krimpt. Azijnzuur daarentegen doet het weefsel zwellen en slaat nucleïnezuren goed neer. Trichloorazijnzuur precipiteert eiwitten en nucleïnezuren goed. Picrinezuur ook, maar het heeft tevens de neiging om nucleïnezuren te hydrolyseren (splitsen). Kwik en chroom kunnen crosslinks in eiwitten maken en osmium in lipiden. De werking van formaldehyde kan worden beschreven als het leggen van methyleenbruggen binnen en tussen eiwitmoleculen. Glutaaraldehyde kan dat ook (het heeft twee aldehyde- groepen); dit wordt met name voor EM gebruikt. Histologisch interessante fixatieven bevatten in het algemeen een combinatie van bovengenoemde verbindingen. Het Bouin fixatief bijv. heeft picrinezuur (soms in alcohol), formaldehyde en azijnzuur; het Zenker fixatief bevat sublimaat (kwik(II)chloride), dichromaat en azijnzuur.


Invriezen (met vloeibare stikstof) wordt ook toegepast ter fixering. Dit staat snel verwerken van het materiaal toe, terwijl ook histo- en cytochemische reacties mogelijk zijn, die gewoonlijk niet op in paraffine ingebed weefsel kunnen worden uitgevoerd.
B. Inbedden en snijden
Lichtmicroscopische coupes (plakjes weefsel) zijn in het algemeen minder dan 10 μm dik (de absorptie van het licht wordt anders te groot; de scherptediepte van het microscoop is gering). Gefixeerd weefsel op zich is te bros om zo dun te snijden. Daarom wordt het eerst in een was, bijv. paraffine ingebed. Dit kan echter pas na ontwateren van het gefixeerde weefsel, dat nog 60% water bevat. Dit gebeurt m.b.v. de zgn. alcoholreeks. Xyleen of andere verbindingen met een hoge brekingsindex (1,5) is geschikt om de laatste alcohol te verdrijven en zorgt ervoor ("klaren") dat na intrekken van de (gesmolten) paraffine het weefsel doorzichtig is.

Elektronenmicroscopische coupes worden gesneden van in plastic ingebedde weefselblokjes en zijn 20 tot 100 nm dik.




  1. Kleuringen t.b.v. lichtmicroscopie

Kleurstofmoleculen kan men opgebouwd denken uit twee delen: de chromofore groep, die zorgt voor de kleur en de bindende groep, die als "plakmiddel" fungeert tussen chromofore groep en substraat (eiwit, nucleoproteine, koolhydraat of lipide van de cel of van het weefsel). De kleurdragende groepen bevatten gecompliceerde organisch chemische structuren. De bindende groepen kunnen zijn:



  1. aminen: dan heet de kleurstof een basische kleurstof;

  2. carbonzuren, sulfonzuren of fenolische hydroxylgroepen: dan heten de kleurstoffen zuren.

In het algemeen geeft men basen aan met het symbool B+OH-: de B+ stelt het kleurende ion -een kation- voor. Voor zuren gebruikt men het symbool H+Z-: de Z- stelt nu het kleurende ion voor, in dit geval een anion. In het simpelste model stelt men zich de kleuringreactie voor als een ionbinding van positief geladen kleurstofmoleculen aan negatief geladen substraatmoleculen, resp. van negatief geladen kleurstofmoleculen aan positief geladen substraatmoleculen. Nu zijn zowel substraat als kleurstof in hun lading afhankelijk van de heersende zuurgraad. Daarbij zijn sulfonzure groepen boven pH=1 negatief; evenzo zijn fosforzure groepen boven pH=3, carbonzure groepen boven pH=4 en fenolische hydroxylgroepen boven pH=10 negatief geladen. (Voor de fenol-OH geldt overigens dat dat sterk van de rest van het molecuul afhangt; zo is picrinezuur negatief geladen bij pH>0). Aan de andere kant staan de aminogroepen die positief geladen zijn bij pH<9.


Eiwitten kan men beschouwen als ladingsmozaïken van COO-en NH3+ groepen, die hun lading krijgen en verliezen afhankelijk van de heersende pH. Er is een pH denkbaar waarbij de som van alle ladingen nul is, het IEP (isoelektrisch punt). Veel serum- en cytoplasma-eiwitten hebben IEP's tussen 5 en 7. Eosine, een kleurstof die bij pH>3 negatief geladen is, is in staat om eiwitten te kleuren als die een netto positieve lading hebben, d.w.z. onder hun IEP.

Nucleïnezuren hebben een laag IEP (IEP=2 (DNA), IEP=3 (RNA)). Kleurstoffen die positief geladen zijn (bijv. methyleenblauw) zijn in staat om DNA en RNA te kleuren, als die een netto negatieve lading hebben, d.w.z. boven hun IEP.

Tabel I geeft een overzicht van de lading van kleurstoffen bij neutrale pH.

Samenvattend: Kleuringen zal men uitvoeren bij een pH, waarbij



  • eiwitten beneden hun IEP verkeren (pos geladen zijn); en

  • nucleïnezuren (en zure polysacchariden) boven hun IEP verkeren (neg geladen zijn);

een bruikbaar compromis is een pH rond de 6.
Gecompliceerder is kleuring met hematoxyline. Deze "kernkleurstof" is de meest gebruikte in de routinehistologie en werkt met een kleuroplossing, bestaand uit een metaalion (beits) en hemateine (uit hematoxyline ontstaan), tezamen lak genoemd. De kleurstofbinding laat zich niet beschrijven in termen van interacties tussen ionen, maar gebeurt via complexvorming met het metaalion (ijzer of aluminium). De binding tussen metaalion en substraat, maar niet die tussen kleurstofmoleculen en metaalion kan worden verbroken door zuur, zodat overtollige en aspecifiek gehechte kleurstof weggewassen kan worden. Dit heet differentiëren. Hematoxyline is als kleurstof zelf onbruikbaar. Het moet eerst worden geoxideerd tot hemateine -in zuur milieu- door O2 uit de lucht of door toevoeging van Fe3+, dat daarbij tot Fe2+ wordt gereduceerd. Aluminium-hemateine complexen zijn bij kleuring eerst rood. Door de pH te verhogen tot 7 worden deze paarsblauw. Dit heet nablauwen. IJzerhemateine complexen zijn blauwzwart. Hemateine kleurt de celkern (DNA) sterk, maar basofiel cytoplasma (RNA) vrij zwak.
Door toevoeging van fosfowolfraamzuur of fosfomolybdeenzuur kunnen sommige kleurstofmengsels van twee zure kleurstoffen ertoe gebracht worden -overigens op onbegrepen wijze-, dat de ene collageen (tussenstof) kleurt en de andere de cytoplasmatische eiwitten, bijv. kleuring volgens Mallory of Masson.
Tabel II geeft informatie over de kleuringen die vaak toegepast worden.

Tabel I. Veelgebruikte kleurstoffen in de histologie, ingedeeld naar hun vermogen om bij pH=6 nucleïnezuur (vnl. kern) of eiwit (vnl. cytoplasma) te kleuren.


Kernkleurstoffen = basische (+) Cytoplasmatische kleurstoffen = zure (-)
methyleenblauw eosine (rood)

crystalviolet zuur fuchsine (rood)

toluidineblauw lichtgroen

basisch fuchsine (rood) anilineblauw

methylgroen (blauw!) oranje G (geel)

pyronine (rood) picrinezuur (geel)

kernechtrood
Tabel II. Veel-toegepaste kleuringen van weefselcoupes
Kern Cytoplasma Tussenstof

(mn nucleïnezuur) (mn eiwit) (mn collageen)


H + E hematoxyline eosine eosine

(blauwzwart) (rood)

Masson hematoxyline zuur fuchsine lichtgroen

(rood)


van Gieson hematoxyline picrinezuur zuur fuchsine

(geel)


Mallory kernechtrood oranje G anilineblauw

(geel)
NB:



  • Methylgroen-pyronine: DNA (blauw); RNA (rood); eiwit niet gekleurd.

  • May-Grunwald/Giemsa (eosine, en methyleenblauw + azuur B): met name geschikt voor kleuring van bloed en beenmerg.





  1   2   3   4   5


De database wordt beschermd door het auteursrecht ©opleid.info 2017
stuur bericht

    Hoofdpagina